|
|
Статьи Соросовского Образовательного журнала в текстовом формате
Рассмотрены строение и механизмы действия протонной АТРсинтазы и флагеллярного мотора - молекулярных моторов живой клетки, выполняющих химическую и механическую работу, связанную с их вращательным движением.
МОЛЕКУЛЯРНЫЕ МОТОРЫЧасть 1. Вращающиеся моторы живой клетки
А. Н. ТИХОНОВ
Московский государственный университет
им. М.В. Ломоносова
Все ферменты красивы, но АТРсинтаза является одним из самых красивых, а также самых необычных и важных.
All enzymes are beautiful, but the ATP synthase is one of the most beautiful as well as one of the most unusual and important.
Boyer P.D. The АТР synthase - a splendid molecular machine // Ann. Rev. Biochem. 1997. Vol. 66. P. 717-749.
ВВЕДЕНИЕ
Эпиграфом к статье взяты слова Поля Бойера, выдающегося американского биохимика, внесшего решающий вклад в выяснение ферментативных механизмов образования аденозинтрифосфата (АТР) из аденозиндифосфата (ADP) и неорганического фосфата. Молекула АТР является универсальным источником энергии для большинства многочисленных биохимических, механохимических и транспортных процессов, которые протекают внутри живой клетки. Неудивительно поэтому, что АТРсинтаза - основной фермент, катализирующий образование АТР, - назван П. Бойером одним из самых важных ферментов. В чем заключаются красота и необычность этого фермента? АТРсинтаза представляет собой великолепную молекулярную машину, доведенную природой до высшей степени совершенства. Подобно тому как в каждой совершенной машине наивысшие технические показатели сочетаются с ее изящными формами, в АТРсинтазе - молекулярной машине живой клетки - высочайшая эффективность работы сочетается с поразительной красотой ее структурной организации. Необычность АТРсинтазы состоит в том, что она работает как вращающаяся машина, подобно электромотору, крутящемуся при пропускании электрического тока через его обмотку. Однако в отличие от электромоторов, используемых в технике, ротор АТРсинтазы приводится во вращение при прохождении через нее электрического тока, создаваемого не движением электронов, а потоком протонов.
Бактерии плавают за счет вращения жгутиков, которые приводятся в движение так называемым флагеллярным мотором (от лат. flagellum - жгутик). До недавнего времени считалось, что флагеллярные моторы являются самыми миниатюрными вращающимися моторами [1, 2]. Однако в последнее время было доказано, что самым маленьким из всех известных в природе вращающихся моторов является протонная АТРсинтаза. Несмотря на различие в строении и назначении протонных АТРсинтаз и флагеллярных моторов (первые совершают химическую, а вторые выполняют механическую работу), они имеют два общих свойства. Эти моторы содержат вращающиеся детали, а в качестве топлива используют энергию, запасаемую в виде разности электрохимических потенциалов ионов водорода на мембране [1-4].
АТРсинтаза - САМЫЙ МАЛЕНЬКИЙ МОТОР
В ПРИРОДЕ
Протонные АТРсинтазы (общая характеристика)
АТРсинтаза является макромолекулярным комплексом, катализирующим синтез и гидролиз молекул АТР в энергопреобразующих мембранах клеток растений, животных и бактерий [1-4]. Расположение ATPсинтазы в мембранах хлоропластов и митохондрий схематически показано на рис. 1. Мембранная часть АТРсинтазы, называемая фактором сопряжения F0 , представляет собой гидрофобный (нерастворимый в воде) белковый комплекс. Второй крупный фрагмент ATPсинтазы - фактор сопряжения F1 - заметно выступает из мембраны в виде сферического образования. В хлоропластах - энергопреобразующих органеллах растительной клетки - АТРсинтаза встроена в мембраны тилакоидов (на рис. 1 они схематически изображены в виде замкнутых пузырьков), при этом фактор сопряжения F1 ориентирован во внешнюю сторону. В митохондриях - энергетических "фабриках" животной клетки - АТРсинтаза встроена во внутреннюю мембрану, а комплекс F1 обращен в сторону матрикса (внутренняя часть митохондрии). Образование АТР из ADP и неорганического фосфата (Pi) происходит в каталитических центрах АТРсинтазы, расположенных в комплексе F1 [3]. Белковый комплекс F1 можно сравнительно легко отделить от мембраны, при этом он сохраняет способность катализировать гидролиз ATP. Однако изолированный фактор сопряжения F1 не способен синтезировать ATP. Способность синтезировать ATP - это свойство единого комплекса F0F1 , встроенного в энергопреобразующую мембрану. Связано это с тем, что работа АТРсинтазы в режиме синтеза АТР сопряжена с переносом через нее протонов, путь которых пролегает через F0 и направлен в сторону F1 (рис. 1, а). Такой направленный перенос протонов возможен только в том случае, если АТРсинтаза встроена в мембрану замкнутых энергопреобразующих органелл (хлоропласты и митохондрии) или в плазматическую мембрану бактериальной клетки.
Движущей силой для работы большинства АТРсинтаз является протонный потенциал, создаваемый на мембране в результате работы цепи электронного транспорта [1-4]. Реакции фотосинтетического переноса электронов в хлоропластах сопровождаются транспортом протонов внутрь тилакоидов, в результате чего концентрация ионов водорода внутри тилакоидов становится существенно выше, чем снаружи. В митохондриях работа дыхательной цепи сопровождается переносом ионов водорода в противоположном направлении: протоны выходят из матрикса наружу, в результате этого электрический потенциал со стороны матрикса понижается. За счет разности протонных потенциалов по обе стороны мембраны возникает поток ионов водорода через АТРсинтазу (рис. 1, а), который и обеспечивает ее работу по синтезу АТР. В хлоропластах синтез АТР сопряжен с переносом ионов водорода из кислотного внутритилакоидного объема в щелочной внешний объем (в строму - пространство между тилакоидами и оболочкой хлоропласта); в митохондриях работа АТРсинтазы связана с потоком протонов, направленным внутрь матрикса (рис. 1). Протонпроводящий канал, по которому ионы водорода из области с высоким протонным потенциалом подводятся к определенным функциональным группам АТРсинтазы, а затем выходят в область с низким протонным потенциалом, расположен в мембранном фрагменте АТРсинтазы (комплекс F0).
АТРсинтаза - это обратимая молекулярная машина, которая способна катализировать как синтез, так и гидролиз АТР. В режиме синтеза АТР работа АТРсинтазы обеспечивается за счет энергии ионов водорода, переносимых через нее под действием трансмембранной разности протонных потенциалов (рис. 1, а). В то же время АТРсинтаза может работать как протонная помпа - за счет энергии, выделяющейся при гидролизе АТР, она может перекачивать ионы водорода в противоположном направлении, из области с низким протонным потенциалом в область с высоким протонным потенциалом (рис. 1, б ).
Строение АТРсинтазы
Состав и пространственное строение комплекса F1 хорошо изучены. Методом рентгеноструктурного анализа получена картина пространственного расположения атомов (с разрешением 2,8 Б) в комплексе F1 , выделенном из митохондрий сердца быка. Ориентированный в водную фазу комплекс F1 (рис. 2) состоит из девяти субъединиц пяти типов (3a, 3b, g, d и e). Полипептидные цепи субъединиц a и b уложены в похожие по строению белковые глобулы, которые все вместе образуют гексамер - ансамбль, состоящий из шести субъединиц (три одинаковые субъединицы a и три одинаковые субъединицы b). Этот ансамбль имеет вид слегка приплюснутого шара высотой 8 нм и шириной 10 нм. В центре шара находится субъединица g, которая образована двумя протяженными полипептидными цепями и напоминает слегка деформированный изогнутый стержень длиной около 9 нм. Нижняя часть субъединицы g выступает из шара на 3 нм в сторону мембранного комплекса F0 . Субъединица d расположена на внешней стороне F1 . Внутри ансамбля (ab)3 находится минорная субъединица e, которая связана с субъединицей g. Обе эти субъединицы (g и e) подвижны - они входят в состав своеобразного ротора, который вращается внутри неподвижного комплекса (ab)3 .
За решающий вклад в расшифровку пространственной структуры белкового комплекса F1 английский исследователь Джеймс Уокер в 1997 году был удостоен Нобелевской премии по химии. Свою часть премии он разделил с американским биохимиком Полем Бойером, который в течение последних 45 лет плодотворно занимался выяснением биохимических механизмов образования АТР из ADP и неорганического фосфата.
Мембранный комплекс F0 служит основанием, которое удерживает АТРсинтазу в мембране. Этот комплекс включает в себя протонный канал, по которому ионы водорода переносятся через АТРсинтазу. Пространственная структура F0 расшифрована не столь детально, как строение водорастворимого комплекса F1 . Среди изученных мембранных комплексов F0 различного происхождения наиболее простой состав имеет F0 из бактерии Escherichia coli, который состоит из полипептидных субъединиц трех типов (рис. 2). У E. coli в комплекс F0 входят одна белковая субъединица типа a, две копии субъединицы b, имеющие молекулярные массы 20 и 30 кДа соответственно, а также сравнительно большое количество (n = 9-12) идентичных копий более мелкой субъединицы c (молекулярная масса 6-11 кДа).
Субъединица а гидрофобна, она почти полностью погружена в мембрану. Ее полипептидная цепь образует шесть a-спиральных участков, которые пересекают мембрану. Субъединица b содержит лишь один сравнительно короткий a-спиральный участок, погруженный в мембрану. Остальная часть субъединицы b заметно выступает из мембраны в сторону комплекса F1 и закрепляется за расположенную на его поверхности субъединицу d (рис. 2). Каждая из 9-12 копий субъединицы с (точное число их пока неизвестно) представляет собой сравнительно небольшой белок, состоящий из двух гидрофобных a-спиралей, соединенных друг с другом короткой гидрофильной петлей, ориентированной в сторону F1 . Субъединицы с образуют единый ансамбль, имеющий форму цилиндра, погруженного в мембрану. Выступающая из комплекса F1 в сторону F0 субъединица g, по-видимому, погружена внутрь этого цилиндра и достаточно прочно зацеплена за него. На снимках АТРсинтазы, полученных недавно Уилкенсом и Капальди с помощью электронного микроскопа, видно, что два крупных белковых фрагмента АТРсинтазы (F0 и F1) соединены друг с другом двумя сравнительно тонкими перемычками. Одна из них расположена сбоку и представляет собой неподвижный "кронштейн" (субъединицы b), соединяющий F0 и F1 ; другая "ножка", расположенная в центре АТРсинтазы, является подвижной субъединицей g ротора.
Ротор и статор АТРсинтазы
Представления об АТРсинтазе как молекулярной машине, работа которой связана с ее вращением, хорошо согласуются со структурными особенностями АТРсинтазы, в которой можно выделить две группы белковых субъединиц. Одна из них образует статор мотора, который неподвижен относительно мембраны, а другая соответствует подвижному ротору, вращающемуся внутри статора (рис. 2, Б ).
Статор включает в себя шарообразный гексамер, образованный тремя субъединицами a и тремя субъединицами b, находящуюся на его поверхности субъединицу d, а также субъединицы a и b мембранного комплекса F0 . В этой макромолекулярной конструкции субъединицы b выполняют роль своеобразного кронштейна, связывающего неподвижные субъединицы комплексов F0 и F1 . К находящейся в мембране субъединице a примыкает гидрофобное кольцо, образованное субъединицами с мембранного комплекса F0 .
Ротор состоит из субъединиц g и e комплекса F1 . Субъединица g, расположенная внутри комплекса (ab)3 , заметно выступает из него и соединяется с погруженным в мембрану кольцом из субъединиц с. Имеются все основания считать, что субъединица g, входящая в состав ротора, действительно вращается при работе фермента.
Вопрос о том, в состав какого функционального узла АТРсинтазы, статора или ротора, входят субъединицы с, является спорным. Некоторые исследователи полагают, что субъединица g жестко сцеплена с кольцом из субъединиц с и во время работы АТРсинтазы кольцо из субъединиц с вращается, подобно маховому колесу, вместе с субъединицами g и e. Однако прямые экспериментальные доказательства этой гипотезы пока отсутствуют.
В последнее время появились убедительные данные о том, что каталитическая активность АТРсинтазы непосредственно связана с вращением ее ротора. Считается, что поворот субъединицы g вызывает одновременное изменение конформации всех трех каталитических субъединиц b, что в конечном итоге обеспечивает работу фермента [4]. Вращение субъединицы g облегчается наличием своеобразной смазки в местах ее контакта с субъединицами a и b. Это обусловлено тем, что центральная часть субъединицы g, находящаяся внутри ансамбля (ab)3 , гидрофобна - она не содержит заряженных групп, взаимодействие которых с зарядами субъединиц a и b могло бы создавать дополнительное трение, препятствующее вращению субъединицы g. Однако сама по себе субъединица g не может свободно вращаться внутри комплекса a3b3 (за счет энергии тепловых движений). Свободному вращению ротора препятствуют стерические ограничения - субъединица g, вращающаяся вместе с субъединицей e, зацепляется за неровности внутри полости, образованной субъединицами a и b. Поэтому для того, чтобы провернуть ротор внутри статор, и тем самым заставить АТРсинтазу сделать молекулу АТР, необходим внешний источник энергии. Как уже было сказано выше, когда АТРсинтаза работает в режиме синтеза АТР (рис. 1, а), движущей силой для ее работы является энергия ионов водорода, переносимых через сопрягающую мембрану за счет протонного потенциала. При работе АТРсинтазы в режиме гидролиза АТР (рис. 1, б ) источником энергии для вращения ротора служит энергия, запасенная в молекуле АТР.
Как доказали, что молекулярный мотор
может вращаться
Существуют ли экспериментальные доказательства того, что работа протонных АТРсинтаз действительно связана с направленным вращением ее отдельных частей? Можно ли непосредственно увидеть вращение ротора молекулярной машины столь малого размера, какой является АТРсинтаза? Многие годы эти вопросы были предметом оживленных дискуссий среди биоэнергетиков, и лишь в последнее время на них получены утвердительные ответы. Наглядно показано, что гидролиз АТР комплексом F1 действительно сопровождается вращением субъединицы g относительно гексамера (ab)3 . Это значит, что АТРсинтаза является молекулярной машиной, про которую можно с уверенностью сказать: "Все-таки она вертится!" Рассмотрим, как это было доказано.
В работах американских биохимиков Капальди, Кросса и их сотрудников для доказательства вращения субъединицы g был использован оригинальный подход, основанный на применении искусственных химических сшивок между субъединицами b и g с помощью дисульфидных (S-S) мостиков (рис. 3, А ). Методами молекулярной генетики субъединицы b и g удалось модифицировать так, что в нужные участки полипептидных цепей этих белков были вставлены аминокислоты (цистеины), которые содержат сульфгидрильные группы (-SH). Между этими группами может образоваться ковалентная связь (-SH + + HS- -S-S-). Таким способом удалось пришить субъединицу g к субъединице b и тем самым блокировать возможное вращение субъединицы g внутри комплекса F1 . Как показали опыты, ферментативная активность комплекса F1 (его способность гидролизовать АТР) при этом была полностью подавлена. Представим теперь, что после того, как сшивка между субъединицами b и g была сделана, S-S-мостик разрывают, а затем спустя некоторое время делают новую сшивку. За положением старых и новых мостиков в молекуле F1 можно следить с помощью меченых (радиоактивных) атомов. Понятно, что в случае покоящейся субъединицы g после повторной сшивки S-S-мостик останется в исходном положении. Однако в том случае, если после разрыва S-S-мостика в ходе работы фермента произойдет поворот субъединицы g, то может образоваться новый S-S-мостик между субъединицей g и другой субъединицей b. Именно такую картину и наблюдали исследователи, когда фермент работал, то есть гидролизовал АТР. Оказалось, что новые S-S-мостики образовывались между субъединицей g и всеми тремя субъединицами b фактора сопряжения F1 (рис. 3, А ); этот факт свидетельствует о вращении субъединицы g во время работы F1 . Показано также, что вращение ротора АТРсинтазы происходит не только при гидролизе АТР изолированным фактором F1 , но и в условиях синтеза АТР мембранной АТРсинтазой в нативных системах.
В работах немецкого биофизика В. Юнге и его сотрудников для регистрации вращательного движения субъединицы g был использован оптический метод, который позволяет изучать подвижность специальной химической метки, присоединенной к субъединице g. В качестве молекулярного зонда, сигнализирующего экспериментатору о вращении субъединицы g, был использован краситель эозин. Молекулу красителя химическим способом пришивали к субъединице g, в то время как саму глобулу (ab)3 обездвиживали, прикрепляя ее к ионообменной смоле. За изменением ориентации молекул красителя наблюдали с помощью зондирующего луча поляризованного лазерного света. Обнаружено, что характерное время изменения ориентации молекулы зонда, жестко пришитой к субъединице g, составляет ~100 мс, что практически совпадает со временем гидролиза одной молекулы АТР изолированным ферментом. Важно отметить, что вращение субъединицы g наблюдается только в случае работающего фермента, то есть когда белковый комплекс F1 гидролизует АТР. В присутствии ингибитора, препятствующего гидролизу АТР, вращения не происходит.
Однако самым впечатляющим доказательством того, что субъединица g действительно крутится в ходе работы фермента, стала замечательная работа, выполненная недавно группой японских исследователей [5, 6]. Киношите, Йошиде и их соавторам впервые удалось непосредственно увидеть вращение субъединицы g с помощью флуоресцентного микроскопа. Как можно разглядеть вращение ротора, диаметр которого составляет всего лишь 1 нм ?
Чтобы наблюдать за вращением субъединицы g, к ее основанию, выступающему из комплекса F1 , японские ученые прикрепили специальный макромолекулярный маркер - фрагмент нити актина (белок, входящий в состав мышц) длиной около одного микрона, который, в свою очередь, был помечен молекулами флуоресцирующего красителя. Остальную часть отделенной от мембраны молекулы F1 обездвижили, пришив к субъединицам b специальные хвостики, с помощью которых F1 прикрепили к неподвижной подложке (рис. 3, Б ). Наблюдая с помощью микроскопа за изменением положения флуоресцирующей нити актина, жестко связанной субъединицей g, удалось непосредственно увидеть ее вращение! Оказалось, что в ходе работы фермента, гидролизующего АТР, актиновый хвост крутится против часовой стрелки!! Крутится именно в том направлении, которое было предсказано на основании структурных данных, полученных группой Дж. Уокера!!! Так впервые было наглядно продемонстрировано вращение самого маленького из всех известных в природе моторов. Вместе с этим в науке окончательно утвердилось новое понятие - вращательный катализ (англ. - rotary catalysis). Вращение актинового хвоста молекулой F1 было снято на пленку и произвело сильнейшее впечатление на всех, кому посчастливилось увидеть видеофильм о работе этого удивительно красивого, необычного и очень важного молекулярного мотора.
В дальнейшем было показано, что молекула F1 вращает актиновый хвост дискретными скачками с шагом, равным 120? [6]. Один скачок на 120? сопровождается гидролизом одной молекулы АТР. При этом средняя скорость вращения мотора зависит от нагрузки: чем длиннее актиновый хвост, тем больше гидродинамическое сопротивление и соответственно тем реже происходят скачкообразные повороты. Иными словами, чем выше нагрузка, тем медленнее крутится мотор. При отсутствии источника энергии (когда система не содержала молекул АТР) регулярного направленного вращения субъединицы не происходило, а наблюдались лишь очень редкие случайные повороты в обоих направлениях, обусловленные тепловыми движениями.
Замечательным качеством вращающегося мотора АТРсинтазы является его исключительно высокий коэффициент полезного действия (КПД). Показано, что работа, которую совершает мотор при повороте актинового хвоста на 120?, почти в точности равна энергии, запасенной в молекуле АТР. Это означает, что КПД работы мотора близок к 100%.
В табл. 1 приведены сравнительные характеристики различных молекулярных моторов, встречающихся в живой клетке. Видно, что АТРсинтаза является своего рода рекордсменом среди молекулярных моторов своей "весовой категории". По эффективности работы и развиваемой ею силе она существенно превосходит все известные в природе молекулярные моторы. Так, например, максимальная сила, создаваемая при работе одного миозинового мостика актомиозинового комплекса мышечных волокон, составляет fмакс щ 3-5 пН (1 пН = 10-12 Н). Вращательный момент, создаваемый молекулой F1 за счет гидролиза АТР, достигает величины M щ щ 40 пН " нм. Если учесть, что радиус r вращающейся субъединицы составляет r © 1 нм, то сила f, развиваемая молекулой F1 , будет равна f = М / r © 40 пН. Оказывается, что молекула F1 приблизительно в 10 раз сильнее актомиозинового комплекса - молекулярной машины, специализирующейся в клетках и различных органах на "профессиональном" выполнении механической работы. Таким образом, за сотни миллионов лет до того, как появился человек, который изобрел колесо, преимущества вращательного характера движения были успешно реализованы Природой на молекулярном уровне.
Протонный канал АТРсинтазы
Вращение ротора АТРсинтазы происходит как при гидролизе АТР, так и в условиях синтеза АТР. Сила, приводящая в движение ротор АТРсинтазы, работающей в режиме синтеза АТР, возникает за счет потока протонов, протекающих через специальный канал. Блокирование протонного канала с помощью ингибитора (дициклокарбодиимид), действующего на одну из субъединиц с мембранного комплекса F0 , одновременно подавляет вращение ротора и синтез АТР.
Протонный канал АТРсинтазы расположен на границе между субъединицами a и с. Путь переноса протонов включает следующие структурные элементы (рис. 4, А ).
1. Два протонных "полуканала", расположенных в мембранной части АТРсинтазы. Один из них находится ближе к той стороне мембраны, которая обращена в область с повышенной концентрацией ионов водорода (будем называть эту область кислотным резервуаром). Этот полуканал обеспечивает поступление протонов к определенным функциональным группамF0 , расположенным внутри мотора. Другой полуканал, обращенный в противоположную стороны мембраны, обеспечивает выход протонов в область с пониженной концентрацией ионов водорода (щелочной резервуар). Считается, что полуканалы не связаны друг с другом непосредственно, поскольку они расположены несоосно, то есть смещены друг относительно друга.
2. Кольцо из субъединиц с. Каждая из этих субъединиц в своей центральной части содержит протонируемую карбоксильную группу (R-СООН), которая способна присоединять протон из кислотной области (R-СОО- + Н+ R-СООН) и отдавать его в щелочную область (R-СООН R-СОО- + + Н+) через соответствующие протонные каналы.
Главную роль в работе протонного канала АТРсинтазы играют аминокислоты субъединиц a и с, содержащие протонируемые группы. Протонируемые аминокислотные остатки способны удерживать протоны и передавать их друг другу. В АТРсинтазе такими группами являются аминокислотные остатки аспарагиновой кислоты (Asp), аргинина (Arg), гистидина (His) и глютаминовой кислоты (Glu). У E. coli ключевую роль в переносе протонов через АТРсинтазу играет карбоксильная группа аспарагиновой кислоты, расположенной на субъединице с (Asp 61, цифра 61 обозначает порядковый номер аминокислоты в полипептидной цепи субъединицы с, отсчитываемый с N-конца молекулы белка). Блокирование этой аминокислоты ингибитором (дициклокарбодиимид) или замена Asp 61 на другую аминокислоту путем сайт-специфического (направленного) мутагенеза подавляет ферментативную активность. В то же время мутация, при которой происходит перемещение аспарагиновой кислоты с одной a-спирали субъединицы с на другую (каждая субъединица с имеет вид шпильки, состоящей из двух a-спиралей, погруженных в мембрану), практически не влияет на работу протонного канала. Второй важной аминокислотой, связанной с переносом протонов, является аргинин (Arg 210), входящий в состав субъединицы a (рис. 4, Б ). В переносе протонов через АТРсинтазу, по-видимому, участвуют и другие аминокислотные остатки субъединицы а, однако их роль в создании вращательного момента, приводящего ротор во вращение, не столь существенна, как Asp 61 и Arg 210.
Схема возможного расположения функциональных групп на белковых субъединицах F0 и последовательность процессов, в результате которых перенос протонов через F0 показаны на рис. 4. Некоторые исследователи считают, что перенос протона от нижнего полуканала в верхнему связан с вращением всего кольца, образованного субъединицами c (на рис. 4 этому соответствует вращение кольца против часовой стрелки). Данная гипотеза, однако, еще не получена экспериментального подтверждения.
Движение протонов через АТРсинтазу может происходить не только за счет разности концентраций ионов водорода по обе стороны мембраны, но также под действием разности электрических потенциалов. Если электрический потенциал со стороны комплекса F1 ниже, чем с противоположной стороны, то под действием электрического поля, направленного поперек мембраны в сторону F1 , возникнет поток протонов через АТРсинтазу. Положительный потенциал со стороны нижнего полуканала будет способствовать протонированию, а отрицательный потенциал со стороны верхнего полуканала - депротонированию карбоксильных групп субъединиц c. Поддерживая на мембране достаточно высокую разность электрических потенциалов (Dj) можно заставить мотор вращаться даже при одинаковых концентрациях ионов водорода по обе стороны мембраны. Как правило, для этого достаточно создать на мембране разность потенциалов Dj ~ 180-200 мВ. Интересно, что существуют бактерии, у которых АТРсинтазы используют энергию не протонного, а натриевого потенциала [1, 2].
Объем работы, которую производят АТРсинтазы, поражает грандиозными масштабами. Как заметил П. Бойер, общая масса молекул АТР, синтезируемых в организме взрослого человека в течение суток, сопоставима с массой самого человека. В этом нет ничего странного. В организме идут многочисленные биохимические процессы, в ходе которых АТР интенсивно расходуется. Поэтому, чтобы организм мог жить, его АТРсинтазы вынуждены крутиться, своевременно восполняя запасы молекул АТР.
ВРАЩАЮЩИЕСЯ ЭЛЕКТРОМОТОРЫ БАКТЕРИЙ
Для того чтобы плавать, бактерии с помощью специальных электромоторов вращают свои жгутики [2]. Так, например, с поверхности бактерии E. coli наружу выступают приблизительно шесть жгутиков, каждый из которых представляет собой спиралевидную нить диаметром 15 нм и длиной 10 мкм. Когда жгутики начинают синхронно вращаться против часовой стрелки, они сплетаются в единый пучок, который образует своеобразный пропеллер (рис 5, А ). Вращение пропеллера создает силу, заставляющую бактерию двигаться почти по прямой линии. После того как направление вращения жгутиков изменяется на противоположное, пучок расплетается и бактерия останавливается, вместо постурательного движения она начинает хаотически вращаться, ее ориентация изменяется. В тот момент, когда все жгутики бактерии снова начнут синхронно вращаться против часовой стрелки, образовав пропеллер, толкающий бактерию, направление ее поступательного движения будет отличаться от первоначального. Таким способом бактерия может изменять направление своего движения. Как и протонные АТРсинтазы, электромоторы бактерий являются устройствами, которые в качестве источника энергии используют разность протонных потенциалов на цитоплазматической мембране. Принципы работы АТРсинтазы и бактериального мотора одинаковы, хотя сами эти конструкции различаются по своим размерам и устройству. Схематическое изображение бактериального мотора показано на рис. 5. Мотор состоит из ротора, статора и некоторых вспомогательных белковых субъединиц, выполняющих роль подшипника, внутри которого вращается стержень ротора (об устройстве и механизмах работы бактериального электромотора см. подробнее [2]). Важными узлами бактериального электромотора являются два соосных диска (называемые М- и S- дисками), центры которых соединены с вращающимся стержнем, выступающим наружу. На периферии диска М находятся многочисленные копии белка, названного Мot B. Несколько копий белка Мot А, входящего в состав статора, встроены в мембрану и примыкают к краям дисков М и S. Механизм генерации силы, приводящей ротор во вращение, по-видимому, имеет ту же природу, что и в случае АТРсинтазы. Вращающий момент возникает за счет взаимодействия субъединиц Мot B с белковыми субъединицами Мot А, расположенными на статоре электромотора. Считается, что в состав субъединицы Мot А входят два несоосных протонных полуканала. Подобно протонному каналу АТРсинтазы, путь переноса протонов через мембрану проходит через протонные полуканалы субъединиц Мot А и Мot В [2]. В результате переноса протонов через белки Мot А и Мot В, направленного внутрь бактериальной клетки, происходит вращение ротора. Один полный оборот ротора связан с переносом через мембрану около 1000 протонов.
Электромоторы бактерий работают очень эффективно. Бактерии плавают со средней скоростью около 25 мкм/с, но некоторые виды могут двигаться поступательно со скоростью больше 100 мкм/с. Это означает, что за одну секунду бактерия перемещается на расстояние, которое в десять или большее число раз превышает ее собственную длину. Любопытно провести аналогию с движением систем макроскопических размеров. Например, если бы пловцы преодолевали за одну секунду расстояние, на порядок превышающее их собственный рост, то стометровую дорожку плавательного бассейна они бы проплывали приблизительно за 5 с. Обычно электромотор бактерий вращается со скоростью, достигающей 50-100 оборотов в секунду, однако у некоторых видов бактерий скорость вращения превышает 1000 оборотов в секунду. Электромоторы, которые могут так быстро вращать жгутики бактерий, очень экономичны - они потребляют не более 1% энергетических ресурсов бактериальной клетки.
Рассмотренными примерами не ограничивается все разнообразие вращающихся моторов, которые встречаются в природе. Существуют бактерии, у которых АТРсинтазы используют энергию не протонного, а натриевого потенциала [1, 2]. Изучение молекулярных моторов продолжается; несомненно, что дальнейшие исследования помогут детальнее выяснить механизмы их работы.
ЛИТЕРАТУРА
1. Скулачев В.П. Законы биоэнергетики // Соросовский Образовательный Журнал. 1997. ╧ 1. С. 9-14.
2. Скулачев В.П. Электродвигатель бактерий // Там же. 1998. ╧ 9. С. 2-7.
3. Тихонов А.Н. Трансформация энергии в хлоропластах - энергопреобразующих органеллах растительной клетки // Там же. 1996. ╧ 4. С. 24-32.
4. Тихонов А.Н. Молекулярные преобразователи энергии в живой клетке // Там же. 1997. ╧ 7. С. 10-17.
5. Noji H., Yasuda R., Yoshida M., Kinoshita K., Jr. Direct Observation of the Rotation of F1-ATPase // Nature. 1997. Vol. 386. P. 299-302.
6. Kinoshita K., Jr., Yasuda R., Noji H., Ishiwata S., Yoshida M. F1-ATPase: A Rotary Motor Made of a Single Molecule // Cell. 1998. Vol. 93. P. 21-24.
* * *
Александр Николаевич Тихонов, доктор физико-математических наук, профессор, главный научный сотрудник кафедры биофизики физического факультета МГУ. Область научных интересов - биофизика фотосинтеза, биоэнергетика, магнитная радиоспектроскопия. Автор трех книг и более 140 статей в отечественных и зарубежных научных журналах.
